W ciągu ostatnich trzech dekad zainteresowanie biomonitoringiem i badaniami ekologicznymi szybko wzrastało. Dlatego zaistniała konieczność rozwoju nowych metod analiz parametrów biochemicznych, które pozwoliłyby określić biologiczna odpowiedź badanych organizmów na działanie czynników środowiskowych. Głównym celem artykułu jest przedstawienie optymalnych warunków dla analiz kinetyki reakcji enzymatycznych przeprowadzonych w warunkach terenowych. Aktywność reduktazy azotanowej jest zwykle badane in vivo poprzez pomiar produkcji azotynów w tkankach roślinnych, które zostały poddane infiltracji w buforowanym roztworze azotanów. Metodykę oparto o liczne opracowania badawcze oraz wprowadzone własne modyfikacje. Liście dębu zbierano na badanej powierzchni, natychmiast umieszczano w probówkach z roztworem buforowym (fosforan potasu z dodatkiem 0,6% propanolu-1) i poddawano działaniu podciśnienia 0,33 atm. przez 10 min. Następnie dodano znaną ilość azotanu potasu, po czym próbkę roztworu oznaczano dla określenia zerowego stężenia azotynów. Próbki liści inkubowano przez 2 godziny w 20 °C w ciemności. W ten sposób uzyskano warunki stabilności reakcji. Po zakończeniu inkubacji stężenie zsyntezowanego azotynu określono kolorymetrycznie przy użyciu sulfanidamidu oraz N-(1-naftylo)etylenodwuaminy x 2HCl przy długości fali 540 nm. Próbki liści suszono do uzyskania suchej masy. Poziom aktywności reduktazy azotanowej obliczono jako ilość zsyntezowanego azotynu [nmol] na gram suchej masy na godzinę. Uzyskane wyniki wskazują dynamikę zmian aktywności reduktazy odpowiednio do zmian warunków inkubacji. Przedstawiono dynamikę zmian aktywności enzymu w zależności od pH buforu i temperatury inkubacji. Zaprezentowano również instalację dla przeprowadzenia procesu infiltracji i inkubacji liści.